Своевременная и надежная оценка вида возбудителей является начальным и наиболее важным звеном в сложной цепи терапевтических и эпидемиологических мероприятий по борьбе с ростом заболеваемости урогенитальных инфекций, вирусных гепатитов В и С [2, 6]. Если же учесть, что существенным клиническим аспектом проблемы является тот факт, что эти инфекции часто протекают беcсимптомно, а их клинические признаки неспецифичны, то понятен особый интерес к поиску высокочувствительных и высокоспецифичных методов идентификации возбудителей [1].

Появление полимеразной цепной реакции (ПЦР) значительно расширило возможности клинической лабораторной диагностики. Поэтому ПЦР широко применяется для обнаружения возбудителей, культивирование которых слишком длительно и трудоемко, а иммунохимические или микроскопические методы диагностики не вполне надежны [5]. К ним можно отнести хламидии, микоуреаплазмы, трихомонады, вирус простого герпеса, цитомегаловирус, вызывающие как системные, так и локальные поражения организма [3], а также вирусы гепатита В и С.

Главное достоинство ПЦР — высокая чувствительность. Так, по данным Л.В. Лопухова [4], при исследовании мочи, периферической крови с помощью ПЦР удается выявить 2 элементарных тельца в 1 мл, в синовиальной жидкости — 200 элементарных телец в 1 мл. Однако высокая диагностическая чувствительность ПЦР имеет обратную сторону: положительные результаты, полученные при использовании этого метода в отсутствие клинических признаков заболевания, нередко сопровождаемые отрицательными результатами других лабораторных исследований, дают основание предположить гипердиагностику. С другой стороны, труднообъяснимо наличие положительных результатов при культуральных исследованиях и отрицательных при ПЦР, а также отсутствие в ряде случаев положительных результатов ПЦР при типичной клинической картине заболевания, что требует дополнительных комплексных клинико-лабораторных исследований.

По нашему мнению, широкое внедрение ПЦР в практику работы диагностических лабораторий является позитивным признаком, однако оно влечет за собой и ряд негативных моментов, влияющих на репутацию метода, но связанных с причинами субъективного характера. Основные из них — качество забора биологического материала, нарушения на этапе транспортировки материала, недостаточное количество жизнеспособных патогенов, присутствие в биологическом материале ингибиторов ПЦР, адекватность выбора методики выделения ДНК (пробоподготовки), квалификация персонала и организация работы ПЦР лаборатории, контаминация проб продуктами амплификации, присутствие элемента субъективной оценки при учете результатов, отсутствие диалога между лечащим врачом и врачом-лаборантом, неправильное назначение сроков проведения контрольных ПЦР-исследований для оценки эффективности терапии. В данной работе мы подробнее обсудим эти причины.

Этап получения биологического материала – преаналитический — по нашим наблюдениям, «слабое звено» диагностической методики, ограничивающее возможности ПЦР. Небрежность при взятии биологического материала нередко приводит (при отсутствии признаков ингибирования) к отрицательному результату исследования, который не согласуется с клинической картиной заболевания. Только повторное исследование вновь полученного материала позволяет разобраться врачу с этой ситуацией.

Мы считаем, что следует стремиться к максимальному увеличению мест и площади поверхности для взятия материала: уретры, канала и поверхности шейки матки, заднего свода влагалища. Но при этом необходимо учитывать излюбленные места локализации каждого возбудителя. Так, хламидии предпочитают колонизировать призматический эпителий, тогда как микоуреаплазмы, трихомонады, гарднереллы — слизистую оболочку влагалища. Поэтому соскоб со слизистой влагалища, имеющей эктодермальное происхождение и состоящей из плоского эпителия, неинформативен при выявлении хламидий, в отличие от соскоба эпителиальных клеток из цервикального канала.

Важно также помнить, что количество полученных при соскобах эпителиальных клеток во многом определяет конечный результат исследования. Сокращение сроков между первичным и повторным анализом (менее 30 дней) приводит к отсутствию достаточного количества эпителиальных клеток в цервикальном канале для ПЦР-исследования на Chlamydia trachomatis, а следовательно, к ложноотрицательному результату.

Использование многоразовых или одноразовых инструментов, по нашему мнению, не является лимитирующим признаком, так как при применении обоих типов врачебного инструментария при правильном выполнении этой процедуры достигается надлежащее взятие материала. Необходимо лишь обеспечить отсутствие в пробирках с транспортной средой веществ, ингибирующих проведение реакции, — крови, слизи и т.д. В то же время количество полученных при соскобах эпителиальных клеток во многом определяет конечный результат исследования. Поэтому хорошим контролем качества взятия биологического материала является его центрифугирование перед добавлением лизирующего раствора на этапе выделения ДНК в течение 15 мин при 12—15 тыс. оборотов в минуту.

Другой важный вопрос — обязательное хранение и транспортировка биологического материала при отрицательных температурах. По нашим данным, при выявлении урогенитального хламидиоза в биологическом материале, доставленном с нарушением температурного режима, ПЦР дала отрицательный ответ в 17,4% случаев при положительном результате культурального метода и наличии в сыворотке крови этих пациентов иммуноглобулинов класса G в диагностически значимом титре.

Следует подчеркнуть, что ДНК-матрицы клеток вирусов и бактерий при нейтральном и слабощелочном рН для ПЦР в условиях инактивации ДНКазы (замораживание, высушивание, температурная или химическая денатурация белков, добавка ингибиторов ДНКаз) пригодны для ПЦР в течение длительного времени, тогда как РНК-матрицы клеток вирусов и бактерий менее устойчивы: быстро гидролизуются очень активными эндогенными и экзогенными РНКазами, при щелочных и кислых значениях рН, поэтому материал для анализа методом ОТ-ПЦР должен подвергаться немедленному исследованию или храниться при —70°С в присутствии ингибиторов РНКаз.

Чувствительность ПЦР-анализа при установленных оптимальных параметрах реакции зависит от процедуры подготовки исследуемого биологического материала, включающей экстракцию ДНК/РНК-мишени. Благодаря этому отмечается не только концентрирование исследуемой ДНК/РНК-матрицы в малом объеме, но и удаление ингибиторов ПЦР. При этом определенная специфика ингибиторов характерна для конкретных разновидностей биологического материала.

При исследовании образцов цельной крови ингибирование ПЦР происходит, по нашему мнению, при наличии детергентов, лактоферрина и гемоглобина, но наибольшее влияние оказывает плазма, содержащая ингибирующие ионы или низкомолекулярные соединения. В биоптатах ПЦР ингибируют консерванты — ртутьсодержащие соединения, формалин и рибонуклеат ванадия, в мокроте – гемоглобин и муколитические вещества, в частности N-ацетил-L-цистеин и дитиотретиол, в моче – мочевина, в соскобах эпителиальных клеток из уретры и цервикального канала – гемоглобин при наличии сгустков крови, слизи.

Вне зависимости от исследуемого материала наибольшее снижение чувствительности ПЦР происходит на этапах, связанных с эффективностью лизиса клинического материала и экстракцией ДНК/РНК, с деградацией ДНК/РНК-матрицы или праймеров и непосредственным ингибированием активности ДНК-полимеразы. Низкая эффективность ПЦР может определяться образованием сложных комплексов ДНК—белок, что обусловливает появление дополнительных полос на этапе электрофоретической детекции результатов, вызванное фрагментированием ДНК-мишени.

Возможной причиной низкой эффективности ПЦР может быть ингибирование реакции, обусловленное деградацией или фрагментированием исследуемой ДНК/РНК либо праймерных последовательностей. В основе лежит высокая чувствительность первичной структуры ДНК/РНК к гидролизу, неферментативному метилированию, окислению или воздействию ферментов; амплификация крупных фрагментов ДНК существенно затруднена в связи с активностью нуклеаз, источником которых являются лизируемые клетки, ферменты секретов слизистых. Наиболее значимая биодеградация ДНК/РНК в клинических образцах связана с рестриктазами, часто термостабильными, не утрачивающими своей активности в процессе термических циклов ПЦР. При исследовании сыворотки и плазмы определенная часть ДНК-мишени исключается из реакции, неспецифически связываясь с иммуноглобулинами G. Непосредственно необратимо взаимодействует с исходной ДНК в крови гепарин, что ускоряется ионами Mg2+, не предотвращается фенольно-хлороформной экстракцией, осаждением спиртом, кипячением или изменением рН; в основе этого лежит высокая степень подобия молекул гепарина и ДНК.

Одной из наиболее чувствительных для ингибиторов составляющих ПЦР является ДНК-полимераза, активность которой зависит от множества различающихся по своей природе факторов. В частности, значимыми могут быть как следы литических ферментов и веществ, использовавшихся для денатурации белка, так и ионы, например Na⁺ и K⁺. Показано, что FeCl₂ в концентрации свыше 2 мкМ в составе реакционной смеси снижает активность некоторых полимераз не менее чем на 10%. Механизмом ионообусловленного ингибирования на уровне ДНК-полимеразы является конкуренция Са²⁺ с Mg²⁺ — ее основного активатора. Нарушение структуры ДНК-полимеразы, обусловливающее инактивацию фермента, могут вызывать мочевина, гемин, фенолы. Они ингибируют полимеразу либо через связывание с ней, либо через нарушение ее пространственной структуры с последующей утратой активности. Аналогичный эффект вызывают протеиназы при неудовлетворительном удалении их после лизиса, что можно устранить внесением в смесь бычьего сывороточного альбумина для истощения активности контаминантных ферментов.

Применяемые методы выделения и очистки ДНК и РНК из биологических образцов не всегда позволяют удалить ингибиторы, поэтому необходима предварительная подготовка биологического материала перед этапом выделения ДНК/РНК для удаления ингибиторов ПЦР: замораживание-размораживание проб, отсроченное проведение исследований, центрифугирование в градиенте концентрации, разведение исходного биологического материала, использование экстракции ДНК, обогащение исследуемого материала, его предварительная фильтрация.

Для контроля эффективности реакции амплификации и наличия ингибиторов полимеразы, приводящих к отсутствию специфических ампликонов даже при наличии искомого возбудителя, необходимо контролировать ход амплификации с помощью в «внутреннего контроля», который представляет собой любой стандарт ДНК, не схожий с ДНК искомого микроорганизма. Если в процессе реакции не образовались ампликоны положительного контроля и внутреннего контроля, следует сделать вывод о наличии в анализируемом образце нежелательных примесей, но не об отсутствии искомой ДНК. В то же время, несмотря на привлекательность такого подхода, у него есть изъян: если в реакционной смеси находится нужная ДНК, то эффективность ее амплификации снижается из-за конкуренции с внутренним контролем за праймеры. Это принципиально важно при низких концентрациях ДНК в испытуемом биологическом образце, что приводит к ложноотрицательным результатам.

Способ выделения ДНК зависит как от вида определяемого возбудителя, так и от вида клинического образца. При работе с соскобами эпителиальных клеток из уретры и цервикального канала, клеточного осадка мочи (урогенитальные инфекции) схема выделения ДНК должна включать следующие этапы: введение лизирующего агента, содержащего раствор гуанидина; сорбция ДНК на сорбенте; многократная отмывка; резорбция ДНК. При проведении ПЦР-исследования клеточной массы и сыворотки крови (онковирусы, парентеральные гепатиты) необходима депротеинизация фенолом/хлороформом с последующим осаждением ДНК/РНК этанолом или изопропанолом.

Важно также отметить, что выделение ДНК/РНК должно проводиться в условиях, исключающих перекрестное загрязнение исследуемых проб выделяемыми нуклеиновыми кислотами. Для исключения ложноположительного результата необходимо обязательное использование чистых перчаток, одноразовых пробирок и наконечников к автоматическим пипеткам, проведение предварительной ультрафиолетовой обработки помещения и рабочих поверхностей столов и приборов [7].

Необходимо обратить внимание, что общее количество ДНК, вносимой в пробирку для амплификации, не должно превышать 1 мкг, ибо избыток неспецифической ДНК снижает специфичность и чувствительность амплификации ДНК-матрицы. Превышение количества ДНК требует провести ряд разведений образцов 0,01; 0,001; 0,0001.

При проведении ПЦР также возможно получение ложноположительных реакций за счет неспецифической амплификации продукта, что затрудняет интерпретацию результатов. В последние 2 года широко используется такой простой прием для получения максимальной специфичности и чувствительности ПЦР, как «горячий старт ПЦР», который заключается в предварительном (до добавления Taq-ДНК-полимеразы или ионов Mg) прогревании пробирок с ПЦР-амплификационной смесью при температуре 95°С в течение 3—5 мин. Этот прием предупреждает амплификацию неспецифических ДНК-фрагментов вследствие низкотемпературного, неспецифического спаривания праймеров.

Нельзя не сказать о контаминации продуктами амплификации (ампликонами), являющейся наиболее частой причиной ложноположительных результатов, поскольку в процессе работы ампликоны накапливаются в больших количествах и очень легко переносятся с аэрозолями и через приборы. Определить источник контаминации бывает очень трудно, требуются значительные затраты времени и средств, поэтому необходимо постоянно проводить внутрилабораторный контроль качества получаемых результатов: использовать собственные лабораторные контроли и периодически применять зашифрованные отрицательные и положительные контрольные образцы, исследовать смывы с приборов, ручек и т.д. 

Для того чтобы избежать постоянно накапливаемого загрязнения и предотвратить получение ложноположительного результата, следует использовать ферментативную или фотохимическую очистку. Например, в наборах «Амплисенс» применяется метод ферментативной очистки, при этом перед новым циклом исследований добавляют урацил-N-гликозилазу (УДГ) с тем, чтобы расщепить поли-У-содержащую ДНК, оставшуюся от предыдущей реакции, где поли-У замещает в реакционной смеси поли-Т. Выщепление урацила в отсутствие последующего нагревания до 95°С не влияет на подвижность ампликонов в геле, но при попадании в новую ПЦР-смесь происходит их деградация на первом этапе денатурации.

Синтезированные в ходе ПЦР продукты накапливаются в реакционной смеси, вследствие чего оказываются доступными для сравнительного анализа. Для этого полученные амплификационные продукты фракционируют по длине с помощью электрофореза в геле. Чаще всего на электрофореграмме визуализируют полосы (зоны локализации фрагментов ДНК одного размера) с помощью флюоресцентного красителя этидиум бромида и затем регистрируют в УФ свете.

Специфичность ДНК реализуется в виде индивидуальной комбинации из полиморфных фрагментов (полос на электрофореграмме), характеризующихся определенным расположением на дорожке геля. Это так называемый амплификационный профиль ДНК, который и является в данном случае индивидуализирующей геномной характеристикой возбудителя, которому принадлежит анализируемая ДНК. С целью отождествления амплификационных профилей ДНК или выявления в них признаков сходства и различий проводят их позиционное сопоставление.

При анализе электрофореграммы можно выделить два аспекта: а) картины распределения полос на сравниваемых дорожках геля похожи или непохожи; б) позиции соответствующих фрагментов совпадают или не совпадают. Вопрос о том, одинаковы или неодинаковы амплификационные профили, полученные при анализе препаратов ДНК, выделенных из объектов, является субъективным. То есть именно вопрос о похожести и непохожести геномных профилей ДНК или РНК таит в себе опасность неверного решения. Что касается похожести одного геномного профиля на другой, то здесь ложный результат может быть обусловлен присутствием в сравниваемых препаратах ДНК постороннего генетического материала (чаще всего в результате случайных загрязнений), что может имитировать как совпадение, так и различие их геномных профилей. Используемые качественные параметры оценки заключительного этапа ПЦР (электрофореза и визуализации результатов) малоинформативны, что определяет субъективность в интерпретации результатов исследований, создает предпосылки для получения недостаточно достоверных результатов и требует высокой методической квалификации врача-лаборанта.

Использование дополнительных методов анализа позволяет проводить полуавтоматическую интерпретацию полученных результатов и снимает проблему субъективной оценки электрофореграмм. Весьма перспективно для качественной детекции ампликонов на гель-электрофореграммах использование миниатюрной видеокамеры, которая позволяет одновременно получить соотношение полос ДНК-стандарта и ДНК-ампликонов, исследуемого инфекционного агента. Доказательства специфичности амплификона можно получить также путем расщепления специфическими рестриктазными ферментами либо путем гибридизации со специфическим радиоактивным или флуоресцентным олигонуклеотидным зондом. При жидкостнофазной гибридизации зонд добавляется к амплификату, а затем производится электрофорез в геле. При твердофазной гибридизации амплификат фиксируется на мембране, после чего гибридизируется с зондом.

Важно также наличие диалога между лечащим врачом и врачом-лаборантом. Это позволяет коллегиально решать вопрос о возможности оценки обнаруженного микроорганизма как этиологического фактора заболевания. Следует иметь в виду и тот факт, что практические врачи не всегда владеют подходами к проведению ПЦР-исследований и в связи с этим не всегда верно трактуют полученные результаты. Так, выполнение контрольных исследований вскоре после окончания лечения часто игнорирует то обстоятельство, что положительный результат ПЦР свидетельствует лишь о наличии в исследуемом биологическом материале специфических фрагментов генома возбудителя, но никак не о его жизнеспособности.

Открытым остается вопрос о трактовке результатов контрольных исследований методом ПЦР: качественный метод не позволяет достоверно оценить динамику популяции возбудителя под влиянием проводимого лечения. Высокая чувствительность метода позволяет обнаруживать инфекционный агент, когда его ДНК выявляется, амплифицируется в виде многочисленных копий и принимается за этиологический фактор воспалительного процесса, в то время как проведенное этиотропное лечение было эффективным. Поэтому важно помнить о динамике элиминации ДНК микроорганизмов после окончания курса терапии, что имеет значение для определения возможности применения ПЦР и сроков забора материала после завершения курса терапии. Известно, что ДНК возбудителей инфекционных болезней может присутствовать в тканях и биологических жидкостях еще некоторое время после гибели микроорганизмов. Следовательно, недеградированные ДНК мишени также будут выявляться в ПЦР спустя какое-то время после лечения.

При изучении динамики элиминации ДНК микроорганизмов после завершения курса лечения методом ПЦР нами было установлено, что распад ДНК наступает через 35—45 дней после окончания приема антибактериальных препаратов. В связи с этим для получения наиболее достоверных результатов мы рекомендуем проводить первое контрольное исследование методом ПЦР не ранее чем через 45 дней после завершения лечения.

В то же время хочется обратить внимание на необходимость выполнения двух-трехкратных контрольных исследований. Дело в том, что в некоторых случаях даже при наличии резистентности возбудителя к антибиотикам количество его может снизиться настолько, что ДНК может не определяться в течение 2 и даже 3 месяцев после лечения. По прошествии указанного срока количество копий ДНК возбудителя увеличивается настолько, что результат ПЦР становится позитивным.

Для практического здравоохранения необходимы молекулярно-биологические методы количественного определения ДНК/РНК возбудителей инфекционных заболеваний, поскольку ПЦР как высокочувствительный метод клинической лабораторной диагностики потенциально позволяет выявить в том числе и следовые количества ДНК возбудителей, что может привести к гипердиагностике. Для создания количественной ПЦР наиболее широкое распространение получили подходы, использующие внутренние контроли-стандарты, с разным количеством копий на образец, а также прием, получивший название «метод конечных разведений». Несмотря на методическую простоту, данные методы требуют дополнительных трудоемких этапов работы, не дают реальной возможности контролировать процесс амплификации и усложняют интерпретацию полученных результатов.

На сегодняшний день существует метод количественного определения продуктов амплификации, лишенный вышеперечисленных недостатков, – полимеразная цепная реакция в режиме реального времени (Real-time PCR). Сущность метода заключается в регистрации накопления продуктов реакции в реальном времени и построении калибровочных кривых по реальным процессам, происходящим в каждой конкретной анализируемой пробе. Интенсивность сигнала пропорциональна концентрации конечного продукта. Однако не разработаны лабораторно-диагностические показатели для оценки количественных результатов ПЦР, в том числе диагностически значимые концентрации ДНК возбудителей, которые позволили бы оценить клинический прогноз, вести оперативный мониторинг эффективности проводимой терапии.

В то же время отметим серьезное препятствие к практическому применению метода ПЦР для количественной оценки урогенитальной микрофлоры. Речь идет о стандартизации получаемого для исследования урогенитального материала, поэтому трактовка результатов остается проблематичной. Получение же результата ради результата серьезным врачом принято быть не может. Очевидно, что практическому внедрению количественных методов ПЦР исследований должна предшествовать большая работа по стандартизации получаемого биологического материала и клинической интерпретации результатов.

1.      Гинцбург А.Л. // Микробиология, иммунология и вирусология. — 1999. — N 5. — С.22—26.

2.      Ключенович В.И. // М-лы республ. конф. «Медико-социальные проблемы ВИЧ-инфекции, парентеральных гепатитов и инфекций, передаваемых половым путем». 10—11 дек. 2003 г., Минск. – С. 3—6.

3.      Козлова В.И., Пухнер А.Ф. Вирусные, хламидийные и микоплазменные заболевания гениталий. – СПб.: Ольга, 2000.

4.      Лопухов Л.В., Эйдельштейн Н.В. // Клин. микробиология и антимикробная химиотерапия. — 2000. — Т.2, N 3. — С. 96—106.

5.      Момыналиев К.Т., Говорун В.М. // Клин. лабор. диагностика. — 2000. — N 4. — С. 25—33.

6.      Навроцкий А.Л. // М-лы республ. конф. «Медико-социальные проблемы ВИЧ-инфекции, парентеральных гепатитов и инфекций, передаваемых половым путем». 10—11 дек. 2003 г., Минск. – С. 11—13.