До настоящего времени в медицине господствует «химическая» концепция лечения заболеваний с помощью лекарственных препаратов различной природы, которая блестяще оправдала себя в терапии инфекционных болезней. Созданные учеными антибиотики и противовоспалительные препараты спасли жизнь миллионам людей. Однако при ряде патологий, таких как рак, атеросклероз, расстройства центральной нервной и сердечно-сосудистой систем, попытки исправить возникающий в организме биохимический дисбаланс только «химически» или хирургически не всегда успешны. Благодаря достижениям современной клеточной биологии у пациентов с подобными нозологиями появилась надежда на выздоровление. Во всем мире проводится огромное количество перспективных и многообещающих исследований в области клеточных технологий.

Один из разделов восстановительной клеточной медицины in vitrо и in vivo – изучение биологии стволовых клеток (СК), способных к самообновлению и развитию в специализированные клетки организма.

Родоначальницей всех специализированных клеток взрослого организма является эмбриональная стволовая клетка (ЭСК), которая не имеет других функций, кроме передачи генетического материала в следующие клеточные поколения, и из которой потенциально могут развиться любые типы клеток. Для современной биологии и эмбриологии ЭСК – это ключ к расшифровке языка и кодов органогенеза. В то же время изучение эмбриогенеза человека значительно ограничено биоэтикой. В данной ситуации ЭСК остаются единственной возможной экспериментальной моделью изучения органогенеза человека.

Для изучения программы эмбриогенеза ученые давно искали клетки-дублеры зиготы и первых бластомеров, но им не удавалось перевести эти клетки в отдельные линии, необходимые для наработки достаточных количеств плюрипотентных клеток.

В середине 70-х годов Л. Стивенс, обративший внимание на образование дифференцированных кардиомиоцитов, нейронов и клеток крови в растущей тератокарциноме, предположил, что эта опухоль развивается из ранних незрелых зародышевых клеток, часть которых спонтанно дифференцируется [15, 17, 53 — 55]. Он первым выделил из тератокарциномы линии плюрипотентных клеток, которые в культуре вели себя отлично от всех известных клеток организма, могли неограниченно долго пролиферировать либо после прекращения деления дифференцироваться в особую ткань, состоящую из хаотически перемешанных клеток разных типов [3]. Л. Стивенс описал их свойства и назвал эмбриональными стволовыми клетки.

Первые линии ЭСК мышей (ЭСКМ) были получены в начале 1980-х годов М. Evans [22], G. Martin [39], H. Axelrod, T. Doetschman [7, 19]. C этого времени ЭСК принято называть клетки, получаемые из внутренней клеточной массы бластоцисты, обладающие двумя главными свойствами: способностью к неограниченной пролиферации и плюрипотентностью, т.е. возможностью дифференцироваться во все типы клеток трех зародышевых листков.

В 1995 г. американские ученые выделили ЭСК из бластоцисты обезьяны [59], а в 1998 г. – первые пять линий ЭСК из бластоцисты человека [58]. В последующие три года различными академическими институтами и частными компаниями были получены еще более 20 бессмертных линий ЭСК, зарегистрированных Национальным институтом здоровья США [29].

В современных исследованиях наиболее часто фигурируют только три типа ЭСК. Первый тип включает клетки, полученные из эмбриобласта предымплантационных зародышей млекопитающих, ко второму типу относят клетки эмбриональной карциномы, к третьему – премордиальные половые клетки зародыша [1].

Плюрипотентность ЭСК — важное приобретение многоклеточной жизни на пути эволюции. При формировании зародыша на стадии эпибласта для синхронной закладки органов требуется критическое число плюрипотентных клеток. В эпибласте присутствуют все клетки-прародительницы будущих органов, включая половой зачаток, – 600—700 клеток-прародительниц (founder cells) предопределяют карту будущего зародыша. Они наделены генетической плюрипотентностью, но не способны к неограниченной пролиферации, поскольку окружающая их мезенхима блокирует рост клеток эпибласта [3]. В созревающих яйцеклетках избирательно накапливаются наборы мРНК генов начального развития вплоть до органогенеза [63]. Первые клетки-прародительницы содержат информацию в виде наборов мРНК только от ограниченного числа генов, однако через 4—5 циклов самообновления они уже переносят информацию от 500 генов. На стадии органогенеза клетки-прародительницы (25—120) мигрируют в места будущего расположения органов, где пролиферируют и формируют зачатки этих органов. Несколько десятков исходных клеток через серию метаморфозов превращаются в высокоспециализированную ткань, состоящую из сотен миллионов (нескольких миллиардов) повторяющихся единиц.

Островки прогениторных региональных стволовых клеток сохраняются во всех органах взрослого организма. Они обладают новым свойством – мультипотентностью, т.е. способны давать начало только нескольким типам клеток в пределах одного зародышевого листка. Например, гематогенные СК в головном мозге превращаются в нейроны, а в мышечной ткани – в типичные миоциты. Столь же мультипотентны in situ региональные стволовые клетки скелетных мышц, эпидермиса, печени и т. п. [2]. Во взрослом организме мультипотентные СК выполняют две незаменимые функции: обеспечивают контроль медленного самообновления клеток всех органов и тканей и оперативную массивную репарацию органа в случае острого травматического повреждения.

ЭСК из внутренней клеточной массы бластоцисты размножаются клонами (колониями). Клон – весьма динамичное образование. В центре него находится одна плюрипотентная клетка-прародительница, вокруг которой формируются слои-поколения прогениторных клеток. В культуре клон растет до размера 50—150 клеток, затем клетки крайних периферических слоев покидают его либо погибают по механизму апоптоза. Средний размер клона не меняется, поскольку устанавливается равновесие между количеством пролиферирующих и числом погибающих, мигрирующих из него клеток.

До сих пор до конца не выяснено, каким образом геном пролиферирующих СК контролирует их плюрипотентность [30]. Предполагается, что существуют специальные белки плюрипотентности, удерживающие особую конструкцию хроматина. Так, белок Oct-4 обеспечивает плюрипотентность незрелых ЭСК, в то время как белки семейства Sox, Hes, Zic, Otx, Xash и Xdbx контролируют плюрипотентность более зрелых прогениторных клеток, появляющихся на более поздних стадиях эмбриогенеза. Благодаря столь универсальной потенции генома ЭСК в культуре формируют клетки трех зародышевых листков, а прогениторные клетки вступают на путь рестрикционного созревания в нейроны, кардиомиоциты и другие типы специализированных клеток.

Поскольку в геноме нет программы «самолечения» стареющих и поврежденных клеток, природа использует естественное самообновление клеток как важнейший механизм поддержания функций организма. Практически во всех тканях происходит медленная замена устаревших, патологически измененных клеток на новые, что является главным средством защиты организма от болезней. Некоторые вирусы и химические соединения, блокируя апоптоз, приводят к накоплению в организме поврежденных клеток [65]. Максимальные темпы самообновления имеют гематогенная ткань, эпителий тонкого кишечника, эпидермис. Удаление трети печени у животных и человека сопровождается полной регенерацией утраченной ткани до восстановления исходной численности клеток [1, 65]. У амфибий и пресмыкающихся из мезенхимальных стволовых клеток, мигрирующих в очаг повреждения, рекапитулируют хвосты [3].

Огромный практический интерес к ЭСК возник вследствие уникальности их поведения при трансплантации в ткани реципиента. Сигналы микроокружения играют ключевую роль в поэтапном и направленном созревании этих клеток. Например, при трансплантации ЭСК в головной мозг они формируют тот фенотип нейронов, которые присутствовали в нормальной ткани до повреждения. В опытах многократно доказано, что в большинстве случаев производные ЭСК (прогениторные клетки) не подвергаются резорбции, не приводят к неконтролируемому росту аномальных клеток и не дают опухолей в зоне трансплантации, а мигрируют в места повреждения паренхимы ткани и активно пролиферируют [44, 63]. Как упоминалось выше, вследствие различных этических ограничений и практических трудностей в изучении ЭСК человека на сегодняшний день наиболее изученными остаются ЭСКМ.

ЭСКМ получают из внутренней клеточной массы бластоцисты в доимплантационный период (около 30 клеток) на 3—5-й день после оплодотворения [1]. Способность ЭСКМ к самовоспроизведению зависит от баланса между различными сигнальными молекулами, любое нарушение такого равновесия может привести к потере клетками их уникальных свойств.

Выделяют следующие важнейшие свойства ЭСКМ:

1)      симметричное и асимметричное деление, в результате чего образуются две ЭСК или ЭСК и коммитированная клетка соответственно [41];

2)      плюрипотентность [52];

3)      способность сохранять диплоидный набор хромосом [52];

4)      клоногенность [52];

5)      способность образовывать все ткани и органы химерного эмбриона при инъекции в бластоцисту [52];

6)      короткая G1-фаза и продолжительное нахождение в S-фазе клеточного цикла [52];

7)      отсутствие инактивации второй X-хромосомы у клеток с женским кариотипом, т.е. у них не образуется тельце Бара [52];

8)      среднее время удвоения 12—15 часов [62];

9)      высокая ферментативная активность щелочной фосфатазы и теломеразы [61].

Основные маркеры, экспрессируемые ЭСКМ: транскрипционные факторы Oct-4 [43] и Nanog (divergent homeodomain protein) [12, 40], SSEA-1 (Stage-specific embryonic antigen-1) [46], GDF-3 (Growth-differentiation factor-3) [11], FGF-4 (Fibroblast growth factor-4) [62], SOX-2, CD-9 и CD-133 (prominin) [62], UTF-1 (Undifferentiated embryonic cell transcription factor-1) [45].

Культивируют ЭСКМ чаще на фидере (монослое инактивированных митомицином С первичных мышиных или человеческих эмбриональных фибробластов), где они дают плотные округлые колонии, или на желатине, где ЭСКМ образуют эмбриоидные тела, состоящие из клеток всех трех зародышевых листков. Клеточный фидерный слой поддерживает выживание ЭСК в «стволовом» состоянии за счет секреции в культуру ростовых факторов и блокирует прямой контакт этих клеток с подложкой, адгезия с которой служит сигналом к началу синтеза белков цитоскелета и спонтанной дифференцировке ЭСК. Однако в последние 2—3 года ряд исследовательских групп и частных компаний предложил бессывороточные и бесфидерные протоколы культивирования ЭСК. Одна из исследуемых бесфидерных систем предполагает использование коммерческого аналога компонентов внеклеточного матрикса – Matrigel [4].

Плазматическая мембрана ЭСКМ имеет рецепторы, распознающие митогенные лиганды различных цитокинов, например LIF (Leukemia inhibitory factor), SCF (Stem cell factor) и IL-6 (Interleukin-6). Триггерный сигнал от рецептора передается в зону хроматина, контролирующую вступление клеток в S- и G1-фазы клеточного цикла. Поскольку незрелые клетки не имеют контроллеров G0-фазы, они постоянно находятся в режиме деления. Прогениторные клетки также сохраняют способность к пролиферации, если в бессывороточную среду добавить два митогена – bFGF (basic Fibroblast growth factor) и EGF (Epidermal growth factor).

LIF является плейотропным цитокином, который относится к семейству IL-6, куда кроме него входят IL-6, IL-11, цилиарный нейротрофический фактор, онкостатин М, кардиотрофин. Ген LIF находится на 11 хромосоме у мышей и на 22 хромосоме у человека, состоит из трех экзонов и двух интронов. Цитокин LIF имеет молекулярную массу от 38 до 67 кДа, причем его можно дегликозилировать до молекулярной массы 20 кДа (180 аминокислот) без потери биологической активности. Взаимодействуя с рецептором (LIF-R) на наружной поверхности плазматической мембраны клеток (рисунок), LIF вызывает его гетеромеризацию c белком gp130. Это событие приводит к автофосфорилированию и активации Янус-киназ (Janus kinases – Jaks), связанных с цитоплазматическими доменами рецепторов. Киназы, в свою очередь, фосфорилируют их, после чего происходит фосфорилирование и димеризация STAT-белков (Signal transducer and activator of transcription). STAT-комплекс перемещается в ядро, где взаимодействует со специфическими участками ДНК, активируя пролиферацию клеток. Следует отметить, что на самовоспроизведение ЭСК оказывают влияние фосфатаза SHP2 (SH2-containing protein tyrosine phosphatase-2), белки семейств SOCS (Suppressor of cytokine-signaling protein) и PIAS (Protein inhibitors of activated STAT), которые блокируют пролиферацию клеток [5, 9].  

После остановки клеточных делений ЭСК вступают в фазу спонтанной или направленной дифференцировки. При удалении факторов, поддерживающих клетки в незрелом состоянии (фидер, митогены, LIF), и внесении в среду культивирования набора определенных химических добавок наблюдается смешанная дифференцировка ЭСК в нейроны, кардиомиоциты, миоциты и другие типы клеток. Комбинации ростовых факторов и индукторов дифференцировки направляют созревание ЭСК в сторону производных либо эктодермы (нейроны, эпителиальные клетки), либо мезодермы (кардиомиоциты, миоциты, адипоциты, хондроциты, кроветворные клетки), либо эндодермы (гепатоциты, спленоциты, клетки поджелудочной железы). Создание условий для монодифференцировки клеток in vitro является самой трудной задачей, поэтому практически все технологии получения специализированных клеток (например, 95%-ной популяции нейронов) включают методы очистки клеточных культур [32].

Эктодермальная дифференцировка. Большое значение для заместительной терапии при нейродегенеративных заболеваниях имеет дифференцировка ЭСКМ в нейроны и глиальные клетки. Выявлено, что ретиноевая кислота с высокой эффективностью способствует образованию из ЭСК нейронов [56], экспрессирующих тканеспецифические гены зрелых нейронов in vivo. Однако было показано, что выживаемость полученных клеток довольно низка. Кроме того, ретиноевая кислота может выступать индуктором тератом, что ограничивает ее использование в терапевтических целях [51]. С учетом этого разрабатываются иные схемы получения нейронов. Для предотвращения дифференцировки ЭСК в клетки мезодермы, после образования эмбриоидных тел из среды культивирования убирают сыворотку и вносят факторы, способствующие выживанию клеток (нейротрофический фактор, нейртурин (Neurturin), трансформирующий ростовый фактор-b3 (TGF-b3 – Tumor growth factor-b3) и IL-1b, и факторы дифференцировки в нейрональные предшественники (bFGF, EGF). С помощью подобной методики удалось достичь значительных успехов в получении дофаминергических нейронов с высокой выживаемостью клеток in vitro [35].

Поскольку сетчатка глаза млекопитающих не способна восстанавливаться, использование направленной дифференцировки ЭСК в нейроны или клетки пигментного эпителия сетчатки позволит провести заместительную терапию при старческой дистрофии желтого пятна и пигментной дегенерации сетчатки, при которых наблюдается селективная потеря фоторецепторов, приводящая к необратимой слепоте. Применяя ростовые факторы, можно получить нейрональные клетки, которые при совместном культивировании с постнатальными клетками сетчатки дифференцируются в палочки (фоторецепторы) и биполярные нейроны [64]. Кроме того, при использовании в качестве фидера для ЭСКМ линии РА6 стромальных клеток авторами были получены многослойные структуры, напоминающие структуры нормального глаза, каждый слой которых состоял из агрегатов клеток, экспрессирующих маркеры клеток хрусталика, нейронов сетчатки и клеток пигментного эпителия [25]. Время, необходимое для их формирования in vitro, сопоставимо с продолжительностью образования глаза из внутренней клеточной массы бластоцисты in vivo. Можно предположить, что образования, похожие на глаз, формируются in vitro в соответствии с нормальной программой развития глаза позвоночных in vivo [24].

Данные о получении из ЭСКМ эпителиальных клеток представлены в работе B. Robert [51]. Дифференцировка ЭСКМ в кератиноциты была достигнута при их культивировании на коллагеновых подложках в присутствии BMP-4 (Bone morphogenetic protein-4) и/или аскорбата [14]. Причем полученные клетки морфологически были сходны с клетками, образующимися в процессе нормального эмбриогенеза in vivo, и экспрессировали маркеры дифференцировки эпидермиса и фибробластов кожи. Группе C. Bagutti удалось получить кератиноциты после добавления в среду культивирования ЭСКМ b-меркаптоэтанола [8].

Мезодермальная дифференцировка. Если в ростовую среду к ЭСК добавить фетальную сыворотку телят и цитокины, такие как IL-1, IL-3, а также гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор (GM-CSF), то образуются ранние гемопоэтические клетки-предшественники [60].

В среде с высоким содержанием сыворотки (20%) ЭСК подвергаются спонтанной дифференцировке в кардиомиоциты. Кардиомиоциты могут также образовываться при воздействии на ЭСК диметилсульфоксида, ретиноевой кислоты, динорфина В [62]. Показано, что таким клеткам присущи основные свойства кардиомиоцитов: экспрессия специфических маркеров, саркомерная структура, экспрессия белков мембранных ионных каналов и сократимость, обусловленная кардиоспецифическими ионными потоками. Если индуцировать дифференцировку ЭСКМ с помощью ретиноевой кислоты и дибутирил-цАМФ [19] или тромбоцитарного ростового фактора, то образуются функциональные клетки гладкой мускулатуры сосудов [26].

В последнее время для лечения различных заболеваний костной ткани, например остеоартроза, все большее внимание уделяется возможности использования дифференцированных в хондроциты ЭСК. С этой целью полученные на среде с 20%-ной сывороткой эмбриоидные тела переводили в бессывороточную среду, содержащую ростовые факторы TGF-b, BMP-2 или BMP-4, и культивировали во взвешенном состоянии с использованием метилцеллюлозы. Выраженность эффекта дифференцировки ЭСК зависела от продолжительности воздействия ростовых факторов. Хондроциты идентифицировали прокрашиванием альциановым голубым на кислый протеогликан, характерный для хрящевой ткани, а также по уровню экспрессии коллагена II типа и транскрипционных факторов Pax-1, Sox-9 [34, 42]. Эти данные хорошо согласуются с сообщениями о том, что при введении животным подкожно белков семейства BMP происходит образование костной и хрящевой ткани [48, 49].

Для дифференцировки ЭСК в адипоциты C. Dani et al. была разработана методика, по которой клетки два дня культивировали во взвешенном состоянии [17], затем сформировавшиеся эмбриоидные тела переносили в чашки Петри и выдерживали 3 дня в суспензии с добавлением ретиноевой кислоты. Далее в клеточную культуру вносили инсулин и трийодтиронин без ретиноевой кислоты. Только при подобной схеме культивирования ЭСК наблюдалось эффективное образование «зрелых» адипоцитов (выход »60%), проявлявших липогенную и липолитическую активность и экспрессировавших специфические для этих клеток гены.

Эндодермальная дифференцировка. Из клеток — производных эндодермы наибольший интерес в связи с распространенностью гепатита, цирроза печени и сахарного диабета вызывают клетки печени и поджелудочной железы. E. Jones et al. показали, что полученные ими из ЭСКМ клетки экспрессировали специфические для гепатоцитов маркеры [32], успешно интегрировались и нормально функционировали при трансплантации в печень [13]. Эмбриоидные тела, формирующиеся при культивировании ЭСКМ, тестировали на экспрессию мРНК альбумина (Albumin mRNK) и a-фетопротеина (Alpha-fetoprotein mRNA) после удаления из среды культивирования экзогенных ростовых факторов. Степень унипотентности ЭСКМ в составе эмбриоидных тел оценивалась также по концентрации альбумина и мочевины, выделяемых клетками в среду культивирования, что свидетельствовало о дифференцировке ЭСКМ в гепатоциты [8, 36]. В 2002 г. Y. Hori et al. выяснили, что при добавлении в среду культивирования ингибитора фосфоинозитид-3-киназы (основного регулятора внутриклеточной сигнализации) на заключительных этапах дифференцировки ЭСК получили клетки, которые после трансплантации улучшали гликемический статус, повышали выживаемость больных диабетом мышей и экспрессировали специфичные для b-клеток маркеры [28].

Линии ЭСК находят широкое применение в фундаментальных научных исследованиях. Они дают возможность создать идеальную модель для анализа in vitro ранних этапов развития организма, идентификации регуляторных генов в процессе дифференцировки и специализации клеток, служат модельной системой для разработки новых лекарственных препаратов.

В настоящее время существуют два основных принципа использования ЭСК в терапевтических целях [62]:

- культивирование, дифференцировка и отбор клеток in vitro; локальное введение в поврежденный орган или ткань дифференцированных клеток либо их детерминированных предшественников, формирующих зрелые клетки под воздействием тканеспецифичных факторов in vivo;

- создание трехмерных структур, состоящих из биодеградируемой подложки и стволовых клеток (или их производных), которые имплантируют в поврежденные органы. Особенно успешно применяют такую стратегию в ортопедии и травматологии [22].

Важно отметить, что ЭСК проявляют ряд тех же свойств, что и злокачественные клетки: неограниченная способность к пролиферации [57], клоногенность, отсутствие контактного торможения. Поэтому при введении ЭСК в организм животных, особенно иммунодефицитных, существует опасность образования тератом и тератокарцином [39]. Полученные к настоящему времени результаты использования ЭСК довольно противоречивы: во многих продолжительных экспериментах не наблюдалось образования опухолей, тогда как злокачественные новообразования выявлялись у животных, которым вводили дифференцированные клетки [62]. Следовательно, необходимо усовершенствование методик получения зрелых клеток, включающих селекцию с помощью антител к специфическим поверхностным клеточным маркерам (проточная цитофлуорометрия, использование магнита) и более тщательный отбор [62]. Одним из методов очистки клеточных трансплантатов является встраивание генов устойчивости к лекарственным препаратам (например, антибиотикам) под контролем специфических для определенного типа клеток промоторов. Так, M. Li et al. [38] встроили ген устойчивости к неомицину под контролем нейронспецифического промотора. После селекции с антибиотиком выжили только устойчивые к неомицину клетки, т.е. была получена практически чистая популяция предшественников нейронов, экспрессировавших встроенный ген.

Иммунологическая несовместимость донора и реципиента — еще одна важнейшая проблема при трансплантации ЭСК. Установлено, что невысокий уровень экспрессии главного комплекса гистосовместимости I класса у ЭСК повышается после дифференцировки клеток как in vitro, так и in vivo [20]. Для преодоления отторжения трансплантатов в настоящее время применяют следующие подходы [62]:

- проведение классической иммуносупрессии, хотя многие используемые для этого лекарственные препараты индуцируют лимфопролиферативные нарушения, приводят к развитию оппортунистических инфекций и другим посттрансплантационным осложнениям;

- создание генетически модифицированных ЭСК, у которых отсутствует главный комплекс гистосовместимости I и II классов [23] с сохранением возможности разрушения трансплантата естественными киллерами;

- создание банка клеток с разными изотипами HLA;

- терапевтическое клонирование — получение аутологичных донорских клеток путем перенесения ядра соматической клетки пациента в безъядерную яйцеклетку. (Согласно рекомендациям International Society for Stem Cell Research от 2 сентября 2004 г., в данном случае следует использовать термин «перенос ядра» вместо «терапевтическое клонирование».) Яйцеклетку культивируют in vitro до стадии бластоцисты, выделяют из нее ЭСК, которые и используют для трансплантации [28].

1.      Животная клетка в культуре / Под ред. Л.П. Дьяконова, В.И. Ситькова. — М., 2000.

2.      Репин В.С. // Успехи физиол. наук. – 2001. – Т. 32, N 2. – С. 3—18.

3.      Репин В.С., Ржанинова А.А., Шаменков Д.А. Эмбриональная стволовая клетка: фундаментальные исследования. – М.: Реметекс, 2001.

4.      Руденок А.Н., Мартынова М.А., Белянович Л.М., Волотовский И.Д. // Весцi НАН Беларуси. – 2005. — N 2. — С. 109—117.

5.      Amit M., Shariki C., Margulets V., Itskovitz-Eldor J. // Biol. Reprod. – 2004. – V. 70. – P. 837—845.

6.      Auernhammer C., Melmed S. // End. Rev. – 2001. – V. 21, N 3. – P. 313—345.

7.      Axelrod H.R. // Dev. Biol. – 1984. – V. 101. – P. 225–228.

8.      Bagutti C., Wobus A., Fassler R. et al. // Dev. Biol. – 1996. – V. 179. – P. 184—196.

9.      Blyszczuk P., Czyz J., Kania G. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2003. – V. 100. – P. 998–1003.

10.     Boeuf H., Hauss C., De Graeve F. et al. // J. Cell Biol. – 1997. – V. 138, N 6. – P. 1207—1217.

11.     Brustle O., Jones K., Learish R. et al. // Science. – 1999. – V. 285. – P. 754–756.

12.     Caricasole A., Schaik R., Zeinstra L. et al. // Oncogene. – 1998. – V. 16. – P. 95— 103.

13.     Chambers I., Colby D., Robertson M. et al. // Cell. – 2003. – V. 113. – P. 643– 655.

14.     Chinzei R., Tanaka Y., Shimizu-Saito K. et al. // Hepatology. – 2002. – V. 36. — P. 22–29.

15.     Coraux C., Hilmi C., Rouleau M. et al. // Curr. Biol. – 2003. – V. 13. – P. 849–853.

16.     Damjanov I., Katic V., Stevens L. // Krebsforsch. Klin. Onkol. (Cancer Res. Clin. Oncol.) –1975. – V. 83, N 4. — P. 261—267.

17.     Dani C., Smith A., Dessolin S. et al. // J. Cell Sci. – 1997. – V. 110. – P. 1279—1285.

18.     Diwan S., Stevens L. // J. Natl. Cancer Inst. – 1976. – V. 57, N 4. – P. 937—942.

19.     Doetschman T., Eistetter H., Katz M. et al. // J. Embryol. Exp. Morphol. – 1985. – V. 87. – P. 27–45.

20.     Drab M., Haller H., Bychkov R. et al. // FASEB J. – 1997. – V. 11. – P. 905–915.

21.     Drukker M., Katz G., Urbach A. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2002. – V. 99, N 15. – P. 9864—9869.

22.     Evans M., Kaufman M. // Nature. – 1981. – V. 292. – P. 154–156.

23.     Fodor W. // Reprod. Biol. Endocrinol. – 2003. – V. 1. – P. 102—108.

24.     Grusby M., Glimcher L. // Annu. Rev. Immunol. – 1995. – V. 13. – P. 417–435.

25.     Haruta M. // Sem. Ophthal. – 2005. – V. 20. – P. 17—23.

26.     Hirano M., Yamamoto A., Yoshimura N. et al. // Dev. Dyn. – 2003. – V. 228. – P. 664—671.

27.     Hirashima M., Kataoka H., Nishikawa S. et al. // Blood. – 1999. – V. 93. – P. 1253—1263.

28.     Hori Y., Rulifson I., Tsai B. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2002. – V. 99. –P. 16105—16110.

29.     Hwang W., Roh S., Lee B. et al. // Science. – 2005. – V. 308. – P. 1777—1783.

30.     Information of eligibility criteria for federal funding of reseach on human embryonic stem cells. NIH Stem Cell Information. Wisconsin Alumni Reseach Foundation (WiCell Reseach Institute) Registered Cell lines (USA).

31.     Itskovitz-Eldor J., Schuldinger M., Karsenti D. et al. // Mol. Med. – 2000. – V. 6. – P. 88—95.

32.     Jones E., Tosh D., Wilson D. et al. // Exp. Cell Res. – 2002. – V. 272. – P. 15–22.

33.     Jucker M., Ingram D. // Behav. Brain Res. – 1997. – V. 85. – P. 1—25.

34.     Klug M., Soonpaa M., Koh G. et al. // J. Clin. Invest. – 1996. – V. 98. – P. 216–224.

35.     Kramer J., Hegert C., Guan K. et al. // Mech. Dev. – 2000. – V. 92. – P. 193–205.

36.     Lee S., Lumelsky N., Studer L. et al. // Nat. Biotechnol. – 2000. – V. 18. – P. 675–679.

37.     Leon-Quinto T., Jones J., Skoudy A. et al. // Diabet. – 2004. – V. 47. – P. 1442–1451.

38.     Li M., Pevny L., Lovell-Badge R. et al. // Curr. Biol. – 1998. – V. 8. – P. 971–974.

39.     Martin G. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1981. – V. 78. – P. 7634–7638.

40.     Marx J. // Science. – 2003. – V. 301, N 5638. – P. 1308—1310.

41.     Mitsui K., Tokuzawa Y., Itoh H. et al. // Cell. – 2003. – V. 113. – P. 631—642.

42.     Molofsky A., Pardal R., Morrison S. // Curr. Opin. Cell Biol. – 2004. – V. 16. – P. 700—707.

43.     Naoki N., Duryea D., Manoukian R. et al. // J.Cell Sci. – 2003. – V. 116. – P. 2015—2028.

44.     Nichols J., Zevnik B., Anastassiadis K. et al. // Cell. – 1998. – V. 95. – P. 379—391.

45.     O’Shea K. // Anat. Rec. – 1999. – V. 257. – P. 32—41.

46.     Okuda A., Fukushima A., Nishimoto M. et al. // EMBO J. – 1998. – V. 7. – P. 2019—2032.

47.     Pera M., Reubinoff B., Trounson A. // J. Cell Sci. – 2000. – V. 113. – P. 5—10.

48.     Perrier A., Tabar V., Barberi T. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2004. – V. 101. – P. 12543–12548.

49.     Reddi A. // Curr. Opin. Genet. Dev. – 1994. – V. 4. – P. 737—744.

50.     Reddi A., Cunningham N. // J. Bone Miner. Res. – 1993. – V. 8. – P. 499—502.

51.     Robert B., Vernona M.. Goodena S. et al. // Biomaterials. – 2005. – V. 26. – P. 3131–3140.

52.     Rohwedel J., Guan K., Wobus A. // Cells Tis. Org. – 1999. – V. 165. – P. 190–202.

53.     Stem Cells: Scientific Progress and Future Research Directions // Department of Health and Human Services, National Institute of Health, 2001.

54.     Stevens L. // Amer. J. Pathol. – 1976. – V. 85, N 3. – P. 809—813.

55.     Stevens L. // Symp. Soc. Dev. Biol. – 1975. – V. 33. – P. 93—106.

56.     Stevens L., Varnum D. // Dev. Biol. – 1974. – V. 37, N 2. – P. 369—380.

57.     Strubing C., Ahnert-Hilger G., Shan J. et al. // Mech. Dev. – 1995. – V. 53. – P. 275–287.

58.     Suda Y., Suzuki M., Ikawa Y. et al. // J. Cell Physiol. – 1987. – V. 133. – P. 197–201.

59.     Thomson J., Itskovitz-Еldor J., Shapiro S. et al. // Science. – 1998. – V. 282. – P. 1145—1147.

60.     Thomson J., Kalishman J., Golos T. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1995. – V. 92. – P. 7844—7848.

61.     Wiles M., Keller G. // Dev. – 1991. – V. 111. – P. 259– 267.

62.     Wobus A., Holzhausen H., Jakel P. et al. // Exp. Cell Res. – 1984. – V. 152. – P. 212–219.

63.     Wobus A., Boheler K. // Phys. Rev. – 2005. – V. 85. – P. 635–678.

64.     Yandava B., Billinghurst L., Snyder E. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2000. – V. 97. – P. 11307—11312.